Biologiska läkemedel är läkemedel som tillverkas från cellodling och är en växande industri. Varje år tillverkas nya biologiska läkemedel, vilket ställer högre krav på metoder för att kunna mäta och kontrollera processparametrar av tillverkningen. Cellodlingsmediet är en viktig parameter som påverkar läkemedlets karaktär och omsättning, vilket gör att pålitliga metoder för att kunna övervaka viktiga egenskaper i cellodlingsmediet behövs. Sackarider är en komponent i cellodlingsmediet som både utgör kol- och energikälla till cellerna under odlingen. I den här avhandlingen beskrivs en metod för att separera och kvantifiera fem olika sackarider som används i cellodlingsmedium, för användning i ett automatiserat system för analys. Sackariderna laktos, mannos, glukos, fukos och galaktos derivatiserades med fluoroforen APTS och separerades med microchip-kapillärelektrofores (MCCE) och laser-inducerad fluorescencedetektion (LIF). Den här studien omfattade prover med koncentrationer i intervallet som förväntas ingå i cellodlingsmedium, 0,5 50 mM. Metoden är linjär i detta område, med R²-värden från 0,87-0,99. Migrationstiden för sackariderna var repeterbar med RSD-värden 2,35 5,47%, men RSD för topparean var 9 22,80% vilket inte är repeterbart. Fukos användes som en intern standard, vilket förbättrade RSD för topparean till 1 6,54%, som faller inom accepterade gränsen på maximalt 10%. Fyra disackarider som inte fanns i proven testades som kandidater för en intern standard, men inga slutsatser kunde göras på deras lämplighet på grund av misstag och begränsad tid. Alla 5 sackarider som testades i studien används sällan tillsammans, därför är det lämpligt att använda en sackarid som inte är med i provet som en intern standard. Resultaten från den här studien visar att metoden är både linjär och repeterbar när en intern standard används. Den här studien utgör en lovande grund för ytterligare validering på riktiga prover med cellodlingsmedium samt i den slutliga automatiserade systemet för analys.  

Biopharmaceuticals is a growing field of pharmaceutical development, and monitoring of key process parameters in the cell culture medium is critical for good yield and precise products. Saccharides are both the main carbon source and energy source for cells during bioprocesses and therefore important to monitor. In this paper, a method to separate and quantify five saccharides in cell culture medium is validated for use in at-line monitoring of bioprocesses. The saccharides lactose, mannose, glucose, fucose, and galactose were derivatized with the fluorophore APTS and separated with microchip capillary electrophoresis (MCCE) and laser-induced fluorescence detection (LIF). All five saccharides were separate with a run time of less than 10 minutes. The method was tested for linearity over the range 0.5-50 mM, and was linear with R2 values ranging from 0.87 to 0.99. Migration times for the saccharides were repeatable with an RSD of 2.35-5.47%, but the peak areas were not repeatable with an RSD of 9-22.80%. The RSD for the peak areas was improved to 1-6.54% when fucose was used as an internal standard (IS), which shows that the method was repeatable if a suitable internal standard was used. Four disaccharides were tested as internal standards, but no conclusion could be drawn on their suitability because of operator error and time constraints. These results show that the method is linear and repeatable with the use of an internal standard, and form a promising foundation for further validation. The method was developed with the intention of being used in the integrated system, ALIAS, and needs to be validated in the integrated system first.