Genterapier som använder adeno-associerade virus (AAV) har visat stor terapeutisk potential, men produktionsineffektivitet och höga kostnader kvarstår som kritiska utmaningar. För att hantera dessa problem utvecklades ett AAV-kapsidbibliotek för att identifiera kapsider med förbättrad sekretionsförmåga i HEK293F-celler, med målet att minska produktionskostnaderna för AAV-baserade läkemedel. Biblioteket genererades genom randomisering av specifika positioner av kapsiden från en AAV-hybrid, med hjälp av degenererade kodon, specifikt NNK. Denna process resulterade i ett klonat plasmidbibliotek med en storlek på 1×10⁵ unika varianter. Sekvenseringsanalys visade att 93% av sekvenserna hade lyckad randomisering vid de önskade positionerna. Av dess innehöll 24 % punktmutationer utanför önskad region, och totalt erhöll 27 % av biblioteksplasmiderna ett stoppkodon. AAV-kapsidbiblioteket producerades med trippeltransfektion av HEK293F-celler med det klonade plasmidbiblioteket. De initiala resultaten tyder på att kapsidvarianter i AAV-kapsidbiblioteket uppvisar förbättrad sekretion jämfört med den ursprungliga AAV2-kapsiden. Vidare transduktions- och selektionscykler kan förhoppningsvis identifiera kapsider med ökad sekretions- och transduktionseffektivitet, vilket potentiellt kan förbättra produktionseffektiviteten och minska läkemedelskostnaderna. Parallellt klonades de extracellulära domänerna av de njurspecifika proteiner på ytan av CHO-celler.  Detta skapade en plattform för framtida identifiering av kapsider med ökad affinitet för njurceller. Tillsammans behandlas både kostnadsminskning och utvidgning av de terapeutiska tillämpningarna av AAV-baserade läkemedel.

Gene therapies utilizing adeno-associated viruses (AAVs) have demonstrated great therapeutic potential, but production inefficiencies and high costs remain critical challenges. To address these issues, an AAV capsid library was developed to identify capsids with enhanced secretion efficiency of HEK293F cells, aiming to reduce production costs for AAV-based therapies. The library was generated by randomizing specific positions of the viral capsid from an AAV hybrid, by utilizing NNK degenerate codons. This process resulted in a cloned plasmid library containing approximately 1×10⁵ unique variants. Sequencing analysis revealed that 93% of the library consisted of plasmids with successfully randomized targeted positions. Among these, 24% exhibited point mutations outside the targeted region and a total of 27 % of the plasmid library contained a stop codon. Triple transfection of HEK293F cells with the cloned library cargo vector, successfully produced the AAV library. The initial findings suggest that capsid variants in the AAV library exhibit improved secretion compared to the parental AAV2 capsid. Further transduction and selection iterations could hopefully pinpoint capsids with increased secretion and transduction, potentially enhancing production efficiency and reducing therapy costs. In parallel, the extracellular domains of kidney-specific proteins were cloned onto the surface of CHO cells, establishing a platform to screen for capsids with kidney-targeting specificity. This dual approach not only addresses cost reduction but also expands the therapeutic scope of AAV-based treatments.